小动物活体成像实验步骤通常包括光学标记、构建动物模型和活体动物成像三大部分，以下是详细的实验步骤：

一、光学标记

质粒构建与扩增纯化

制备带有荧光素酶报告基因（如luc基因）或编码荧光蛋白基因的真核表达质粒。

对质粒进行扩增和纯化，以获得足够的质粒用于细胞转染。

细胞转染与筛选

选择对数生长期的目标细胞，将细胞接种于培养板中，待细胞融合度达到适宜范围（如80%~90%）后进行转染。

将目标细胞、脂质体转染试剂及足量的质粒载体悬浮液共培养一段时间（如6小时），之后补充新鲜的培养液。也可采用电转染等方式提高转染效率。

转染后，使用抗生素（如G418）进行筛选，直至出现单细胞抗性克隆。

对单一抗性克隆进行传代培养，并使用荧光素酶活性检测系统检测荧光素酶活性，保留荧光值高的细胞克隆继续传代培养。

阳性克隆鉴定

经过多代传代培养后，再次检测荧光素酶活性，保留荧光值维持较高的克隆直至稳定。

荧光素酶活性最高的几个克隆即为阳性克隆，可用于后续的动物模型构建。

二、构建动物模型

细胞准备

将筛选出的阳性克隆细胞进行扩增培养，直至达到足够的数量。

使用适当的细胞悬液（如PBS）将细胞重悬至适宜的浓度。

动物选择与麻醉

选择适宜的实验动物（如小鼠），并根据实验需求选择性别、年龄和体重等。

对实验动物进行麻醉，以确保其在成像过程中保持静止。

细胞接种

根据实验目的选择适当的接种方式（如尾静脉注射、皮下移植、原位移植等）。

将准备好的细胞悬液接种到实验动物的体内，并观察其生长和转移情况。

三、活体动物成像

成像前准备

将实验动物放入成像暗箱平台中，并调整平台的升降以获得合适的视野。

根据成像需求选择合适的激发和发射滤片（对于荧光成像）或注射相应的底物（对于生物发光成像）。

成像操作

对于荧光成像，打开激发光源并拍摄荧光图像。

对于生物发光成像，在注射底物后等待一段时间（如10分钟），然后关闭外界光源并拍摄由实验动物体内发出的光。

将拍摄的背景图与生物发光图像叠加，以清晰地显示实验动物体内光源的位置。

图像分析

使用专业的图像分析软件对拍摄的图像进行处理和分析。

选定感兴趣的区域进行测量和数据处理，以获得实验数据。

后续处理

根据实验需求对实验动物进行后续处理，如取肿瘤组织进行病理形态学分析等。

以上步骤可能因实验条件、实验动物和成像技术的不同而有所差异。在实际操作中，应根据具体情况进行调整和优化。同时，实验过程中应严格遵守相关的实验规范和伦理要求。